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Il Pesce nr. 3, 2002

Rubrica: Acquacoltura
Articolo di Bonaldo A. , Serratore P. , Gatta P. P. ,
(Articolo di pagina 45)

Biologia e allevamento del rotifero Brachionus plicatilis: a review

 


Patrizia Serratore

 

Introduzione

Per più di un secolo prima degli anni ‘60, i rotiferi sono stati considerati animali dannosi per l’acquacoltura. Ad esempio in Giappone, nelle vasche per l’allevamento dell’anguilla, la loro presenza causava bruschi cali nella concentrazione del fitoplancton e ossigeno disciolto, provocando asfissia e distruzione del delicato microecosistema.

Molti biologi avevano studiato come prevenire la loro crescita nelle vasche grazie all’utilizzo di alcuni disinfettanti. Ito (1960) intuì che questi organismi, invece, potevano essere raccolti e utilizzati per l’alimentazione delle larve, aprendo così la via per l’allevamento di numerose specie ittiche. Da allora l’immagine del rotifero in acquacoltura è profondamente cambiata, rappresentando oggi uno degli alimenti indispensabili per molti degli animali acquatici allevati. Il suo utilizzo ha reso possibile, infatti, l’allevamento larvale di più di 18 specie di crostacei e sessanta specie di pesci (Dhert, 1996) fra cui la sogliola Solea solea (Howell, 1979; Dendrinos e Thorpe, 1987), l’orata Sparus aurata (Person-Le Ruyet e Verillaud, 1980, 1981; Tandler e Helps, 1985) e il rombo Scophtalmus maximus (Kuhl-Mann e coll., 1981; Witt e coll., 1984). L’utilizzazione dei rotiferi come cibo vivo nell’area mediterranea e, più in generale, europea, ha conosciuto, negli ultimi vent’anni, un notevole sviluppo in termini di produzione e tecnologie utilizzate.

Per soddisfare, infatti, i fabbisogni delle larve allevate che in un impianto moderno possono raggiungere anche diversi milioni di individui per stagione, è stato necessario mettere a punto sistemi di produzione sempre più efficienti e sicuri.

Tassonomia

Il phylum Rotifera, del sottoregno dei Metazoi, è rappresentato da un piccolo gruppo di microscopici invertebrati, privi di metameria, a simmetria bilaterale e pseudocelomati (Nogrady, 1992) costituito da 3 classi (Seisonidea, Bdelloideae e Monogononta), 120 generi e approssimativamente 2.000 specie delle quali solo una cinquantina sono esclusivamente marine. In verità solo poche specie di rotiferi che appartengono al genere Brachionus (classe Monogonta, ordine Ploimidia, famiglia Brachionidae) sono usate in acquacoltura:

B. plicatilis e B rotundiformis (rispettivamente chiamati large o L di 130-340 µm e small o S di 100-210 µm), allevati in acqua salata;

• B. calyciflorus e B. rubens, allevati in acqua dolce.

Recentemente sono stati isolati, dalle popolazioni naturali, rotiferi piccolissimi da impiegarsi nell’allevamento di specie ittiche le cui larve hanno dimensioni della bocca molto ridotte. Le specie di questi rotiferi sono state denominate in relazione alle aree geografiche in cui sono state isolate come ad esempio Thai, Fiji e Okinawa e sono noti nel loro insieme come ceppo super small o SS (Dhert, 1996).

Caratteristiche biologiche e anatomiche

Il Brachionus plicatilis presenta una lunghezza che va dai 100 ai 340 mm ed è formato approssimativamente da 1.000 cellule che nell’adulto diventano sinciziali. L’epidermide presenta un involucro denso di proteine come la cheratina detto "lorica", che termina alla sua estremità con sei spine occipitali. La struttura del corpo (Figura 1) è divisa in tre parti: testa, tronco e piede. La testa porta l’organo rotatorio o corona, composta di due bande ciliate dette il trochus e il cingulum. Le bande sono disposte come due organi ciliari a forma di ruota da cui deriva il nome del phylum (Rotatoria o Rotifera = "che porta una ruota"). La corona retrattile permette la locomozione e un movimento a mulinello nell’acqua che facilita l’assunzione di piccole particelle di cibo.

Il tronco presenta, al suo interno, uno spazio pseudocelomatico in cui sono sospesi muscoli e nervi oltre ai sistemi digestivo, riproduttivo e protonefridiale. I sistemi respiratorio e circolatorio sono assenti. Un organo tipico dei rotiferi è il faringe muscolare detto mastax. Il cibo, dopo essere stato catturato dalla corona, viene introdotto nell’apertura della bocca e, passando attraverso una sorta di tubo corto ciliato, viene introdotto nel mastax. Quest’organo, cui giungono le secrezioni di ghiandole salivari, ha un rivestimento indurito all’interno ed è formato da un insieme di mascelle chitinose, chiamate trophi, munite di dentelli. Il piede, sito all’estremità inferiore del tronco, è una struttura mobile a forma di anello non segmentato che viene retratta durante il movimento e che termina con due dita.

Il Brachionus plicatilis si muove nuotando o strisciando mentre altre specie sessili sono permanentemente attaccate a piante acquatiche. La loro dieta naturale include diversi tipi di microalghe, detriti organici e lieviti, e comunque prevalentemente cellule dal diametro uguale o inferiore a 20 mm.

 


Morfologia di maschio
e femmina di rotifero,
Brachionus
plicatilis (Koste, 1980; modificato) .

 

La durata di vita dei rotiferi è stimata tra i 4 e i 7 giorni con temperatura dell’acqua intorno a 25°C. Col crescere della temperatura, all’interno del range di sopravvivenza, la vita diviene più breve a causa dell’aumentato metabolismo.

Ciclo vitale e riproduzione

Il ciclo vitale del Brachionus plicatilis si spiega con due modelli di riproduzione (Figura 2):

• la partenogenesi, quella più comune, utilizzata in avanotteria;

• la riproduzione sessuata che può avvenire allo stato selvatico in particolari condizioni ambientali.

Per quanto riguarda la partenogenesi, la femmina detta "amittica" produce uova "amittiche" cioè uova diploidi (2n cromosomi) le quali, una volta mature danno origine ad altre femmine "amittiche". Queste uova vengono prodotte approssimativamente ogni 4 ore e rappresentano la modalità più classica per riprodursi. In natura, in base a specifiche condizioni ambientali, le femmine che normalmente si riproducono per partenogenesi possono passare ad una riproduzione sessuale più complicata, dividendosi in femmine "amittiche" e "mittiche". Sebbene non siano distinguibili morfologicamente, la femmina "mittica" produce uova aploidi (n cromosomi). Queste uova aploidi, a seconda che vengano fecondate o meno, seguono due destini differenti:

• se non vengono fecondate danno origine a maschi aploidi;

• se vengono fecondate aumentano di dimensione e si rivestono di un involucro esterno granulare e denso prendendo il nome di cisti.

Per quanto riguarda i maschi, questi hanno dimensioni pari ad un quarto di quelle delle femmine; non hanno né il tratto digestivo né la vescica e possiedono un solo testicolo sovradimensionato in cui normalmente sono presenti circa 50 spermatozoi maturi. Le cisti, di forma ovoidale o sferica, hanno dimensioni di 100-170 mm e sono rivestite di materiale chitinoso. Contengono un embrione che si trova in una condizione di vita latente chiamata diapausa. In seguito a particolari condizioni ambientali, le cisti si schiudono, dando origine a nuove femmine con corredo cromosomico diploide. Sebbene il meccanismo non sia stato del tutto chiarito, si ritiene che la riproduzione sessuata, e quindi di uova cistiche, sia una strategia della popolazione per sopravvivere a particolari condizioni ambientali sfavorevoli. Ad esempio le basse temperature, la scarsità di cibo e la densità della popolazione vengono spesso indicati come fattori per la comparsa delle femmine mittiche di B. plicatilis (Gilbert, 1977; Pourriot e Snell, 1983; Snell e Boyer, 1988). Anche i fattori genetici sembrano giocare un importante ruolo nel determinare la sensibilità di una specie agli stimoli che determinano la presenza delle femmine mittiche (Lubzens e coll., 1985; Snell e Hoff, 1985). Prima che le cisti schiudano deve trascorrere un certo periodo di tempo, variabile da 30 a 200 giorni (Nipkow, 1961). Dopo questo periodo, la schiusa può avvenire come conseguenza di stimoli ben definiti e tendenzialmente di segno opposto alle condizioni che ne hanno determinato la formazione. In particolare le cisti schiudono con l’aumentare della luce e della temperatura fino 14-22°C nonché con la diminuzione della salinità fino a 12-16‰ (Pourriot, 1990).

Condizioni ambientali d’allevamento

Temperatura

La temperatura ottimale per l’allevamento dei rotiferi dipende dalla specie che si intende allevare: ad esempio per il B. plicatilis è di 25°C (Lubzens e coll., 1985) mentre Hirayama e Rumengan (1993) sostengono per il B. rotundiformis la necessità di temperature più alte. Allevare rotiferi al di sotto della temperatura ottimale fa ridurre considerevolmente la crescita della popolazione. Per il B. rotundiformis la riproduzione si arresta sotto i 15°C, mentre il B. plicatilis riesce ancora a riprodursi a questa temperatura. La Tabella 1 mostra gli effetti della temperatura sulla riproduzione dei rotiferi: aumentando la temperatura fino alla quota ottimale si ottiene un incremento nell’attività di riproduzione, a condizione però che si aumenti anche la razione giornaliera di cibo, poiché l’elevato livello metabolico che si raggiunge determina un consumo molto più veloce delle loro riserve energetiche (Dhert, 1996).

Salinità

Il Brachionus plicatilis vive in acque con livelli di salinità variabile da 1,8 a 36‰ e per questo è incluso tra le specie eurialine. È comunque noto per la sua tollerabilità a naturali variazioni di salinità, da 1 a 97‰ (Walker, 1981), anche se ciò modifica il suo indice di riproduzione (Ito, 1960; Pascual e Yúfera, 1983; Lubzens e coll., 1985). Infatti una riproduzione ottimale avviene solo ad una salinità inferiore a 35‰ (Lubzens, 1987). Inoltre il livello dell’attività filtrante si riduce con alta salinità (Hirayama e Ogawa, 1972) e questo può anche portare ad un abbassamento nel tasso di riproduzione. Una conferma circa l’influenza della salinità sull’assunzione di cibo viene anche da Lebedeva e Orlenko (1995) i quali notarono una riduzione del coefficiente di assunzione del cibo con alte salinità. Nell’impiego del rotifero come alimento bisogna considerare la differente salinità (maggiore di ±5‰) dell’acqua di allevamento dei rotiferi e quella di allevamento delle larve cui si somministrano, poiché mutamenti bruschi della salinità possono portare all’immobilità dei rotiferi (Øie e Olsen, 1993). Inoltre trasferire i rotiferi da bassa ad alta salinità può indurre stress fino all’insorgenza di fenomeni di mortalità anche alta. Poiché in allevamento i rotiferi vengono trasferiti velocemente da un ambiente all’altro, si rimarca la necessità di consentire ai rotiferi di adattarsi al nuovo ambiente tramite passaggi graduali di salinità (Gatesoupe e Luquet, 1981; Pascual e Yúfera, 1983).

Ossigeno disciolto

I rotiferi sopravvivono in acque che contengono un livello di ossigeno disciolto non inferiore ai 2 mg l-1. Il livello ottimale di ossigeno disciolto varia, comunque, in base a diversi fattori i più importanti dei quali sono: il ceppo dei rotiferi, la temperatura, la salinità, il regime alimentare e la flora microbica nella vasca in cui vengono allevati, il sesso e l’età. Gli effetti della temperatura sul consumo di ossigeno sono stati studiati su B. plicatilis da Epp e Lewis (1980) che hanno individuato una correlazione costante tra temperatura e fabbisogno respiratorio con un plateau intermedio tra i 20 e i 28 °C. Significativamente questo plateau corrisponde all’intervallo di temperature normalmente tollerate dai rotiferi nelle zone in cui vivono in natura. Jackson (1980), poi, ha evidenziato come il fabbisogno respiratorio sia proporzionale alla densità del cibo somministrato ai rotiferi. Il fabbisogno respiratorio di ogni singolo individuo sembra non essere influenzato dal numero di animali per unità di volume, dalla luce (Pourriot e Deluzarches, 1970) e pH (Epp e Winston, 1978). Un’areazione eccessiva può causare perdite significative fra le uova e portare anche al collasso dell’allevamento in breve tempo, probabilmente perché rimuove i sedimenti dal fondo e porta ad un deterioramento nella qualità dell’acqua (Reguera e coll., 1982). Ci sono alcuni dati, poi, che sembrano dimostrare che l’osmolarità dell’ambiente può modificare la respirazione, almeno negli eurialini B. plicatilis (Ruttner-Kolisko, 1972; Epp e Winston, 1978). In entrambi gli studi citati la bassa salinità ha indotto piccole, ma significative, riduzioni del consumo di ossigeno. La quota media di ossigeno respirato è stata calcolata tra i 2 e i 5 ml animale-1 ora-1 (Doohan, 1973).

Ammoniaca

Il rapporto NH3/NH4+ è influenzato dalla temperatura e dal pH dell’acqua. Il Brachionus spp. elimina la maggior parte dei composti azotati sotto forma di ammoniaca e urea (Hirata e Nagata, 1982). La tossicità dell’NH3 per i rotiferi non è certa anche se sembra che siano abbastanza resistenti a questa molecola. È comunque vero che nelle vasche di Brachionus si trovano spesso alti livelli di ammoniaca (Coves e coll., 1990). Dhert (1996) ritiene che alti livelli di ammoniaca non ionizzata siano tossici per i rotiferi e individua il valore 1 mg l-1 di NH3 come concentrazione limite per l’allevamento intensivo.

Acidità

I rotiferi vivono, nel loro ambiente naturale, ad un livello di pH al di sopra di 6,6 anche se possono sopravvivere bene ad un range che va da 5 a 9 (Fukusho, 1989). Hirayama e Ogawa (1972) sostengono che il livello di pH più favorevole per l’allevamento di massa dei rotiferi sia attorno a 8,0. In un altro studio, Yoshimura e coll. (1995) sostengono che il pH 7 sia quello ottimale per la crescita dei rotiferi ad alte densità. Dhert (1996) sostiene che in allevamento si ottengono risultati ottimali con un pH al di sopra di 7,5. Stando a Yu e Hirayama (1986) il pH influenza indirettamente la crescita della popolazione dei rotiferi per i suoi effetti nell’acqua in cui vengono allevati. Studiando l’influenza del pH su B. plicatilis, Epp e Winston (1978) hanno notato che il movimento dell’animale non viene molto influenzato da un livello di pH tra 6,5 e 8,5. Snell e coll. (1987) hanno sperimentato un pH tra 4,0 e 9,9 notando che l’attività di movimento veniva ridotta sotto i 5,6 e sopra 8,7. Un pH alcalino riduce l’attività di movimento più che un pH acido.

Luce

Nonostante diverse prove già realizzate, non sono ancora ben definite le condizioni di luce ottimale per il B. plicatilis (Fukusho, 1989). Si crede che gli effetti diretti della luce sulla crescita dei rotiferi non siano significativi, ma è probabile che si producano effetti secondari dovuti alla crescita di batteri fotosintetici e di microalghe nella vasca d’allevamento. Nelle avanotterie, comunque, la luce artificiale viene soprattutto utilizzata nelle prime fasi dell’allevamento, quando cioè i rotiferi vengono allevati con alghe.

Tecniche di allevamento

Per la produzione di rotiferi, non esiste un metodo d’allevamento standard adottato da tutte le avannotterie e ciò dipende soprattutto dalle esigenze di produzione dell’allevamento, dalle strutture e spazi presenti in impianto e dal personale a disposizione. In ogni modo, è comune a tutti gli allevamenti un’organizzazione in due fasi: quella di mantenimento o dei ceppi puri e quella di produzione o di massa.

Fase di mantenimento

Il mantenimento di ceppi puri ha lo scopo di garantire una riserva di organismi in ottimo stato e inoltre di identificare e selezionare progressivamente i ceppi più adatti alle condizioni particolari dell’avannotteria. Affidarsi solamente all’allevamento di massa dei rotiferi per "lanciare" un nuovo ciclo comporta rischi molto elevati ed è quindi sconsigliabile. Infatti, errori tecnici o umani o più semplicemente la contaminazione con patogeni o altri organismi competitivi (soprattutto ciliati) possono portare a cali della produzione fino, addirittura, ad episodi di scomparsa improvvisa dei rotiferi in vasca noti sotto il nome di crash (Dhert, 1996). I rotiferi per questi stock si ottengono dall’ambiente naturale, da istituti di ricerca o da vivai commerciali. Tuttavia, prima di essere usati nel ciclo produttivo, l’inoculo deve essere trattato per ridurre la carica batterica. Il trattamento più drastico consiste nell’uccidere i rotiferi in movimento, ma non le uova, impiegando antibiotici o disinfettanti. Dopo il trattamento le uova vengono separate dagli organismi morti filtrando il tutto attraverso un setaccio con maglie da 50 µm. Infine vengono incubate perché schiudano e diano inizio al nuovo stock. Qualora i rotiferi non avessero molte uova, si corre il rischio di perdere l’intero stock iniziale se i trattamenti suddetti sono troppo forti. Un’altra tecnica, perciò, consiste nell’impiegare prodotti in dosi non letali per gli organismi adulti e ripetere il trattamento dopo 24 ore per ottenere una maggior garanzia circa l’eliminazione degli agenti patogeni. Non si deve tuttavia dimenticare che trattamenti con antibiotici non sono esenti da rischi: si può, infatti, correre il rischio di selezionare ceppi resistenti ai vari principi attivi cui si è fatto ricorso e non solo a quelli (resistenza crociata). Come precedentemente affermato, la disponibilità di forme cistiche per lanciare nuove produzioni potrebbe essere una valida alternativa alle tecniche più tradizionali.

Le condizioni ambientali necessarie al mantenimento comprendono temperature costanti, al di sotto delle temperature ottimali allo scopo di rallentare il metabolismo degli animali (intorno ai 20°C) e luce costante (si impiegano neon fluorescenti da 3000 lux) necessaria per le alghe che costituiscono il substrato alimentare per il rotifero. Ciò si ottiene predisponendo vani termostatati e isolati dagli altri spazi dell’avannotteria. Molto importante è la cura della qualità dell’acqua che viene impiegata per il mantenimento dei rotiferi. Normalmente si utilizza acqua di mare che viene sottoposta a filtrazione con un filtro a maglie di 1 mm e disinfettata con ipoclorito di sodio aggiunto in ragione di 5 ppm. Dopo 24 ore si neutralizza l’ipoclorito di sodio con tiosolfato di sodio e si procede ad un’ulteriore filtrazione con filtri di 0,45µm. Un’altra possibilità consiste nell’autoclavare o disinfettare con raggi UV l’acqua che si intende utilizzare per la coltura. La salinità dell’acqua deve essere mantenuta intorno al 25‰.

Ad intervalli regolari di alcuni mesi, i soggetti destinati al mantenimento possono anche venire sottoposti a trattamento disinfettante anche se il rischio di contaminazioni batteriche è costantemente presente.

Dal mantenimento alla produzione

Per lanciare un ciclo d’allevamento completo, viene prelevata una certa quantità di rotiferi dalla fase di mantenimento e trasferita in beute contenenti 400 ml di colture algali aventi una concentrazione di 1,6x106 cellule ml-1. A questa soluzione vengono aggiunti i rotiferi ad una densità di partenza di 50 individui ml-1. Quotidianamente vengono aggiunti circa 50 ml di coltura algale per fornire cibo a sufficienza. La temperatura dell’acqua nelle beute deve essere mantenuta più o meno costante a 28°C e comunque non superiore ai 30°C. Inoltre, per l’illuminazione, queste beute vengono poste a 2 cm da neon fluorescenti (5000 lux) che rimangono sempre accesi. Dopo 3 giorni la presenza di rotiferi può raggiungere la concentrazione di 200 individui ml-1 e si può così procedere ad un ulteriore passaggio in contenitori di volume superiore. Quando i rotiferi hanno raggiunto la densità suddetta si procede ad un doppio filtraggio. Il primo impiegando una rete con maglie di 200 µm che permette di trattenere numerose particelle inquinanti mentre il setaccio con maglie più piccole (50-60 µm) trattiene i rotiferi. Questi ultimi, così concentrati, vengono ridistribuiti in contenitori di vetro della capienza di 20 l che inizialmente contengono 2 l di acqua e una quantità di rotiferi pari ad una densità di circa 50 individui ml-1. Tali contenitori vengono sistemati in prossimità di neon fluorescenti e dotati di un tubo per l’areazione con aria che a sua volta viene filtrata con filtri a cartuccia o a carbone. Anche in questo caso l’alimentazione avviene aggiungendo microalghe sospese in acqua, fino a quando non si ottiene il riempimento del contenitore, il che implica di norma un periodo di 6-7 giorni.

Allevamento di massa

A questo punto, il passaggio successivo consiste nel "lancio" di un nuovo ciclo di produzione in contenitori molto più capienti e comunque differenti a seconda delle tecniche. Le tipologie di allevamento di massa sono quattro: allevamento discontinuo, semi-continuo, continuo e ad altissima densità.

Allevamento discontinuo

L’allevamento discontinuo è il metodo più comune per la produzione di rotiferi nei vivai di pesci marini. Tramite inoculi successivi a partire dalla fase di mantenimento, vengono impiegati volumi progressivamente più grandi fino a quando si raggiungono le quantità e le densità volute. I rotiferi così prodotti e raccolti sono utilizzati totalmente per l’alimentazione larvale. Fondamentale in questa pratica è l’inoculazione di nuovi volumi con popolazioni a densità sufficientemente alte per assicurare una rapida crescita dello stock e inibire la crescita di organismi competitori, soprattutto ciliati.

In avannotteria vengono di solito utilizzate vasche con capacità da 1 a 6 m3 e con durata dei cicli di produzione di 3-4 giorni. Si inoculano i rotiferi ad una densità di 200-400 ml-1 fino a raggiungere la densità di 800-1500 ml-1 a fine ciclo. I vantaggi di questa tecnica sono:

• facilità d’esecuzione: si riempie la vasca all’inizio del ciclo e si svuota a fine ciclo senza necessità di interventi intermedi;

• buoni tassi riproduttivi dovuti anche al fatto che cicli brevi di produzione limitano l’accumulo di sostanze inquinanti nell’ambiente che inibiscono l’efficienza riproduttiva dei rotiferi;

• maggior igiene: infatti il "tutto pieno-tutto vuoto" insieme alla disinfezione delle vasche tra un ciclo e l’altro garantisce un buon livello igienico dell’alimento vivo.

Sistema di allevamento semi-continuo

In questo sistema, dopo il lancio dell’allevamento, si preleva periodicamente una certa quantità di organismi per l’alimentazione larvale. Dopo un certo numero di raccolte, si rinnova completamente la vasca. Per esempio, si può fare un ciclo completo della durata di 7 giorni partendo con una densità iniziale di individui compresa tra 50 e 200 ml-1. Le vasche di allevamento vengono riempite fino a metà della loro capienza e, nel corso dei primi due, tre giorni, si aumenta il volume dell’acqua fino al riempimento della vasca.

Nei giorni successivi si preleva una quantità di acqua pari a circa la metà del volume totale della vasca per utilizzare i rotiferi raccolti come alimento; la vasca viene, quindi, nuovamente riempita con acqua il che consente di diluire della metà la densità dei rotiferi rimasti. Al sesto-settimo giorno il contenuto della vasca viene raccolto completamente. Il rinnovo dello stock diviene necessario perché, dopo alcune raccolte, il tasso riproduttivo dei rotiferi tende a diminuire probabilmente a causa dell’accumulo di rifiuti organici e di cibo non utilizzato.

Allevamento in continuo

Un ulteriore passaggio nell’intensificazione della produzione avviene con le colture in continuo, in cui, raggiunta una densità costante di rotiferi, si preleva periodicamente una certa quantità di organismi senza mai svuotare completamente le vasche. Una volta a regime, la popolazione di rotiferi tendenzialmente raddoppia ogni giorno.

Di conseguenza metà dello stock viene raccolto quotidianamente e si ripristina il volume della vasca aggiungendo nuova acqua. Con questo sistema si raggiungono densità di 1000 ml-1 con punte fino a 3000 ml-1 e oltre.

La quantità di rotiferi prodotta in questo sistema di allevamento è nettamente più alta che nei sistemi convenzionali (James e Abu-Rezeq, 1989). Questo metodo, però, ha lo svantaggio di non essere conveniente a lungo termine in quanto provoca uno scadimento qualitativo del rotifero e fa aumentare il rischio di crash produttivi.

Allevamento ad altissima densità

I primi ad interessarsi a tecniche che permettessero l’allevamento di rotiferi ad altissima densità sono stati i ricercatori giapponesi.

Yoshimura e coll. (1995) hanno ottenuto produzioni assai elevate di rotiferi utilizzando vasche da 1 m3 con una densità di partenza di 10.000 rotiferi ml-1 e cicli di due giorni. Sempre Yoshimura e coll. (1997) e Fu e coll. (1997), hanno messo a punto un sistema di allevamento ad altissima densità (da 20.000 a 40.000 rotiferi ml-1) utilizzando come alimento Chlorella sp. concentrata. Queste tecniche richiedono l’uso di alghe concentrate come cibo mentre, recentemente, si stanno facendo tentativi per utilizzare come alimento mangimi composti.

Suantika e coll. (2000) hanno sperimentato una tecnica d’allevamento con un sistema di ricircolo dell’acqua che ha permesso di raggiungere altissime concentrazioni di rotiferi utilizzando mangimi composti. In questo sistema, partendo da una concentrazione di 500 individui ml-1, si è giunti, dopo 8 giorni, alla concentrazione di 8000 individui ml-1. Il sistema prevede 5 ricambi d’acqua al giorno, un filtro meccanico e un filtro biologico disposti in serie. Un ulteriore passo avanti è stato ottenuto mediante l’applicazione di ozono al sistema. Si sono così raggiunte concentrazioni di rotiferi notevolmente più alte: fino a 27.000 individui ml-1 in tredici giorni. L’ozono, infatti, sembra essere efficace poiché consente di conservare le condizioni chimico-fisiche dell’acqua a livelli validi per la moltiplicazione dei rotiferi per tempi più lunghi e con elevate densità in vasca.

Non v’è dubbio che l’allevamento ad altissima densità, presenti notevoli vantaggi rispetto ai metodi finora utilizzati:

• l’utilizzazione di un numero minore di vasche e quindi di spazio e di infrastrutture;

• una minore incidenza di costi di manodopera;

• una riduzione dei costi alimentari conseguenti alla miglior utilizzazione dell’alimento da parte dei rotiferi.

A tutt’oggi la traduzione operativa del sistema non esiste ancora poiché la tecnologia necessita ancora di perfezionamenti e di un’adeguata standardizzazione.

Tecnica di raccolta/concentrazione dei rotiferi

Quando la densità di rotiferi di una vasca è ottimale, si procede alla raccolta. La raccolta viene di solito fatta sifonando il contenuto della vasca d’allevamento entro filtri con maglie di 50-70 µm. Un’avvertenza importante è quella di lavorare con filtri immersi in acqua; in caso contrario molti rotiferi potrebbero venire danneggiati e morire. Gli organismi raccolti in eccesso rispetto alle esigenze possono essere conservati vivi per un certo periodo di tempo. In questo caso è necessario considerare come le qualità nutrizionali dopo la raccolta possano cambiare. In sole 24 ore di digiuno a 25 °C, infatti, i rotiferi possono perdere fino al 26% del peso come risultato dell’attività metabolica (Makridis e Olsen, 1999). Inoltre, nel caso di rotiferi sottoposti a tecniche di arricchimento è particolarmente rapida la perdita dei principi nutritivi ingeriti visto che lo svuotamento intestinale avviene dopo 20 o 30 minuti dal pasto (Dhert, com. pers.).

È stato dimostrato, infatti, che in 6 ore di permanenza nelle vasche di allevamento, il contenuto in HUFA (Highly Unsatured Fatty Acids) del rotifero si riduce del 30-35% (Olsen e coll., 1993).

Il possibile utilizzo delle cisti di rotifero in acquacoltura

Poiché le cisti di rotifero possono essere conservate a secco in modo simile alle cisti di artemia, sarebbe molto interessante utilizzarle in allevamento. A partire dalle cisti, infatti, si possono ottenere grosse quantità di rotiferi in breve tempo (Pourriot, 1990) e si garantisce la disponibilità di una scorta quando la produzione fallisce improvvisamente. Inoltre comportano un notevole risparmio di manodopera e di attrezzature che sono, invece, obbligatorie quando si producono i rotiferi per partenogenesi. Infine, avere cisti a disposizione renderebbe facoltativo l’allevamento dei rotiferi durante tutto l’arco dell’anno, ottenendo una maggiore flessibilità nei periodi in cui la produzione di larve è bassa o nulla.

Dal punto di vista igienico, un altro aspetto positivo delle cisti è la possibilità di trattarle con disinfettanti prima della schiusa consentendo di iniziare i cicli di produzione con una carica batterica molto bassa (Dhert e coll., 1995). Per la disinfezione si è dimostrato efficace l’impiego di 1 ppm di sodio ipoclorito o di 5 ppm di sodio nifurstirenato (Balompapueng e coll., 1997). Le cisti sono interessanti anche da un punto di vista genetico poiché, ad intervalli regolari di tempo, si possono ottenere soggetti "nuovi" per l’avvio delle colture. In questo caso si evitano perdite nel pool genetico, evenienza frequente quando le colture vengono protratte per un lungo periodo.

Solo dagli anni ‘90 sono iniziati studi rivolti alla produzione di cisti e sono emerse numerose difficoltà: non tutte le specie e molti ceppi all’interno di una stessa specie, infatti, sono in grado di produrre cisti in sufficiente quantità. Hagiwara (1994) ha confrontato la capacità di produrre cisti di 30 ceppi di B. plicatilis e 37 ceppi di B. rotundiformis osservando che solo 3 e 11 ceppi rispettivamente potrebbero essere adatti per la produzione di cisti di interesse commerciale. Le maggiori difficoltà si incontrano quando si tenta di ricreare i cosiddetti "stimoli mittici" cioè le condizioni ambientali in grado di far passare i rotiferi da una riproduzione partenogenica a quella sessuata. Hagiwara (1994) ha messo a punto un sistema di produzione di cisti in lotti utilizzando vasche da 50 m3 con una produzione di 3x109 cisti in 10 giorni, oppure un sistema semi-continuo con vasche da 500 litri con una produzione di 8,1x102 cisti al giorno per 23 giorni. Dopo questo periodo però si assisteva al crollo della produzione. Le cisti si conservano a lungo. Infatti, una volta prodotte, possono essere stoccate per più di vent’anni a 5°C in completa oscurità oppure sottovuoto a 48-61 kPa dopo liofilizzazione a -30°C (Hagiwara e coll., 1997).

Conclusioni

La produzione dei rotiferi in avanotteria rappresenta un aspetto molto delicato nell’allevamento di molte specie ittiche. Durante tutta la stagione riproduttiva, infatti, cali di produzione o una scarsa qualità nutrizionale di questo cibo vivo possono arrecare danni anche consistenti con cali degli indici di sopravvivenza delle larve allevate. È importante, quindi, che questo settore utilizzi tecniche d’allevamento sempre più efficienti e sicure, riducendo al minimo possibili crash produttivi. Senza dubbio fra le novità degli ultimi anni inerenti le tecniche di produzione, la più interessante è rappresentata dall’allevamento ad altissima densità che permetterebbe notevoli risparmi di spazi e manodopera. Affinché questa nuova tecnica possa entrare a pieno titolo negli allevamenti è però necessario che le procedure e il materiale necessario vengano standardizzati e resi facilmente utilizzabili dagli operatori del settore.

Alessio Bonaldo

Dottorando di ricerca presso

il Dipartimento di Morfofisiologia Veterinaria e Produzioni Animali

Università di Bologna

Patrizia Serratore

Funzionario tecnico presso il CRISM

Centro Interdipartimentale di Ricerca delle Scienze del Mare

Università di Bologna Centro Ricerche Marine di Cesenatico (FC)

Pier Paolo Gatta

Professore associato presso

il Dipartimento di Morfofisiologia Veterinaria e Produzioni Animali

Università di Bologna

Bibliografia

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